从实验设计到数据分析，荧光定量PCR全流程实验步骤和注意事项_实验干货_实用技巧

如果你的研究课题要接触荧光定量PCR实验，那么本篇文章将非常适合你，因为作者从实验设计到数据分析，以及每一步的注意事项都写得很详细和到位。推荐给每一位有需要的同学！

1 总述

实时荧光定量PCR（后续简称为qPCR）顾名思义就是在PCR反应体系中加入荧光物质，通过荧光信号的实时接收监测PCR反应进程，由于其模板的Ct值和该模板的起始拷贝数存在线性关系，以此为依据进而达到定量的目的。

简单来讲，qPCR可分为荧光染料法（以SYBR GreenⅠ最常用）与荧光探针法（TaqMan 探针）两种，而其结果分析方法也有绝对定量和相对定量之分。在此不一一赘述，此次分享以SYBR GreenⅠ法为例，结果分析选用相对定量法。

2 实验设计

2.1 总述——为什么要进行实验设计

实验设计是科学研究中重要一环，好的实验设计在确保实验严谨有序进行的同时也为研究者差缺补漏、原始数据的保存、实验条件的优化等提供了便利，因此，在开始实验前做好实验设计是很有必要的。

2.2 如何做好实验设计

想要做好实验设计，实验前的准备工作是十分关键的，对实验流程越熟悉，逻辑上越成环，实验设计也会越发巧妙和完备，做好实验设计需要从以下几方面入手：

o 全面充分地了解实验原理，掌握实验背后的底层逻辑；

o 熟悉实验的规范化操作流程，从一开始就养成规范操作的习惯（注：这点非常重要，有的同学可能做实验的时候马马虎虎，只追求结果，实验做出来了却连规范化的实验怎么做都不清楚，稀里糊涂的，还有可能把别人带“坑”里，查原始数据才发现实验都是错的，瞎折腾）；

o 尽可能地了解你所用到的实验设备和试剂，当然也要对比别的同学所用耗材，事无巨细，这是我们查找实验问题最关键的一步（注：此步在实验设计阶段尽可能有个大致了解，具体了解基本上是等实验正式开始真正用到了，但最起码得知道要用到什么东西吧）；

o 养成做好实验记录的好习惯：好记性不如烂笔头，最初实验设计是咋样的，后续进行了怎样的优化等等，越详细越好，任何一个被忽略掉的细节都有可能导致实验失败哦；

o 好的实验设计关键在于“灵活”，能保证条件随处可调的同时却不打乱实验节奏！

2.3 实操环节——RT-qRCR实验设计

（注：此处以最基本的两组（实验组、对照组）三样本为例做一演示，其他增加组别或者增大样本量什么的都是在此基础上的衍生，要活学活用哦！）

背景假设：倘若要用RT-qRCR实验看A、B、C、D四个基因的相对表达量，并以此进行实验设计。

2.3.1 实验前准备：提取三个样本的RNA并逆转录得到三个样本的cDNA。

（注：a. 要确保逆转录得到的cDNA量要满足此次实验的需要，当然别忘了把预实验的用量也包含在内哦；b. 为尽可能消除个体差异带来的影响（组织），可以在提取RNA的时候将组织多混一，如5个组织各取一些混在一管提取RNA作为样本1等）

2.3.2 计算：我们首先要通过预实验看其熔解曲线（用于判断引物特异性）、Ct值（即大致表达情况）、模板的稀释倍数等情况。

注：本人所用qRCR的反应体系如下：

o 模板（cDNA）：2ul；

o 上游（下游）引物：0.4ul；

o 无酶水：7.2ul；

o 预混液Mix：10ul；

o 总体积：20ul

4个基因，在不知道稀释倍数如何的情况下可以多设置几个稀释梯度，如：原液、5倍、10倍、20倍等等，当然有经验值是最好不过了，比如我们课题组所做基因基本稀释3倍、5倍基本可以，故而实验设计如下：

注：新手若没有经验值的情况下，最好先严格按照试剂说明书来操作，后续再进行下一步调整哦！

按照所需量，稀释各样本（注：不可将原液一次性稀释哦，用多少取多少）此处需要考虑两个要素：

1 A基因模板不同稀释倍数各需两孔，为避免加样挂壁导致样本不够，可以多算一两孔，如：A基因原本需要2（模板量）×2（孔数）=4ul，那现在就变成2（模板量）×4（孔数）=8ul。

2 我们有3个样本，但不能在预实验的时候只用一个样本来做，这样会造成后期正式实验的时候出现某个样本用完的情况，那就有两个思路：

· A基因用样本1做，B基因用样本2做，依次类推；

· 每个基因的不同稀释梯度分别用样本1/2/3来做，但要注意调换哦，因为原液用量肯定大，所以4个基因原液要都用样本1那样本1肯定在正式实验开始前就被用完了；

· 要注意新手对内参基因不熟悉的情况下最好也做预实验。

其他基因行同样的操作哦（小tip：新手怕条件太多加错样，最好不要怕麻烦写个小纸条哦；也可将相同的组分先混合，然后再加不同组分，这样不但能提高加样速度，而且还会减少多次加样带来的加样误差，加样组分变少，也不易出错）

注：理想状态下，模板浓度增加10倍，Ct值减小3.32，但实验过程中由于受到加样误差、反应条件等多方面的影响，有可能出现Ct值不变或者不降反增的情况，所以要在调整实验时具体问题具体分析。

2.3.3 预实验结果解析：预实验结果的判读极其重要，首先判断熔解曲线是否单峰，单峰即代表引物特异性可以，该引物可用；其次看Ct值，是否在15-30之间，若要更加严格的话可以控制在15-25，表达量太低着实也没有研究的必要了。

熔解曲线与Ct值均可的话代表可以进行正式实验，若二者有一者不太好则需要优化实验条件，即：

A 熔解曲线双峰：

a. 杂峰在主峰之前，即代表有引物二聚体的存在，此种情况下大概率需要重新设计引物了，改变条件对其影响不大（如图1）；

b. 杂峰在主峰之后，大多由非特异性扩增引起，可通过调整稀释倍数、减少引物等来进行调整（如图2）；

图1

图2

B Ct值：

a. 过大：通过提高模板浓度等进行改善；

b. 过小：通过稀释模板等进行改善。

注：实验条件的改善有很多方面，不仅局限于上述提到的几个哦。

2.3.4 预实验结果记录：我一般是按照加样的孔进行记录（注：记录的目的在于理清实验思路，做好原始记录以及方便实验调整，根据自己的习惯和方式来记录即可）：

我习惯用符号记录，“√”代表可以进行预实验；“×”代表需要重新设计引物；“☑”则代表可以微调，一般会在表格后方再加一列以注明如何调整，至此，A-D基因的预实验完成，按照两组三样本三次平行重复来讲，96孔板可放下4个基因，由此衍生出以下实验设计思路：

4个基因部分可以部分不可以，或者可以做正式实验的两个基因不同稀释倍数，如：A与B可以，C与D不行，或者A稀释3倍进行正式，而B需要稀释5倍。

此时，可以先将A与B做在同一板上，剩余的孔用于其他基因C/D/E/F等的预实验，即正式实验+预实验；或者先将A/B待定，其他基因的预实验一板全上完，然后凑正式（注：基因少的情况下最好选前者，总之灵活选择，并没有固定模式）。

2.3.5 布板：顾名思义就是你的样本在96孔板上如何加的问题，尤其是正式实验的时候，巧妙的布板方式省时省力。主体思路就是先加大体积后加小体积，相同组分先混合再加样，最后加不同组分（一定要注意组分一定要混合均匀），至于样本如何放置，则比较灵活，按个人习惯就行，但需注意目的基因和内参基因一定要在同一板上，且要保证模板的稀释倍数一致，否则无意义。

3 数据处理及统计分析

3.1 背景介绍

实时荧光定量PCR （Quantitative Real-time PCR，qPCR）的数据分析主要有绝对定量法和相对定量法两种方法。

所谓绝对定量法，即对未知样品的拷贝数进行测定的方法，如血样中的病毒、支原体、衣原体的定量分析、食品中某一转基因成分的含量分析等。

而相对定量法主要是以某一内参基因做对照，进而比较两个或多个样本之间某一目的基因表达量的差异，常用于检测mRNA表达量的变化，以及在不同组织中mRNA表达量的差异等。其中，相对定量法是最常用的方法，其数据处理又包含双标准曲线法和2－△△Ct 法两种，并以2－△△Ct法最为常用。

因此，接下来主要围绕相对定量法中的2－△△Ct法简要介绍qPCR的数据分析过程，并进一步通过GraphPad Prism 8.0对统计分析及绘图作一简单介绍。

3.2 相对定量法

(1)目的基因Ct值的归一化：

ΔCt（实验组）=Ct（实验组的目的基因）-Ct（实验组的内参基因）

ΔCt（对照组）=Ct（对照组的目的基因）-Ct（对照组的内参基因）

(2)实验组ΔCt的归一化：ΔΔCt=各样本的ΔCt-对照组的ΔCt

(3)表达水平的差异倍数：2 –ΔΔCT